Un nuevo hidrogel inyectable que contiene polieteretercetona para la regeneración ósea en la región craneofacial

Scientific Reports volumen 13, Número de artículo: 864 (2023) Citar este artículo

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La polieteretercetona (PEEK) es un material orgánico introducido como alternativa a los implantes de titanio. Los hidrogeles inyectables son el enfoque más prometedor para la regeneración ósea en la cavidad oral para rellenar los defectos con formas y contornos irregulares de forma conservadora. En el presente estudio, se sintetizaron hidrogeles inyectables de aldehído-celulosa nanocristalina/fibroína de seda (ADCNC/SF) que contenían PEEK y se evaluó su capacidad de regeneración ósea. La estructura, la interacción intermolecular y la reacción entre los componentes se evaluaron en la estructura del hidrogel. La citocompatibilidad de los andamios fabricados se evaluó en células madre de pulpa dental humana (hDPSC). Además, la capacidad de osteoinducción de los hidrogeles ADCNCs/SF/PEEK en hDPSCs se evaluó mediante PCR en tiempo real, Western blot, tinción con rojo de alizarina y actividad ALP. La formación ósea en defectos de tamaño crítico en el cráneo de ratas se evaluó histológica y radiográficamente. Los resultados confirmaron la fabricación exitosa del hidrogel y su capacidad de inducción osteogénica en hDPSC. Además, en la fase in vivo, la formación ósea fue significativamente mayor en el grupo ADCNCs/SF/PEEK. Por lo tanto, la regeneración ósea mejorada en respuesta a los hidrogeles cargados con PEEK sugirió su potencial para regenerar la pérdida ósea en la región craneofacial, que rodea explícitamente a los implantes dentales.

En las últimas décadas, la ingeniería del tejido óseo proporcionó una alternativa prometedora para la reconstrucción de defectos óseos en la región craneofacial1,2,3. Los defectos óseos en esta área ocurren debido a anomalías congénitas, infecciones y la posterior reabsorción ósea a través de traumatismos, resección de tumores y extracción de dientes4,5. Estos defectos afectan significativamente la calidad de vida de los pacientes y deben ser tratados para recuperar la función y estética maxilofacial6,7.

Las estructuras óseas dinámicas exhiben capacidades regenerativas notables en la reconstrucción de defectos más pequeños que el tamaño crítico. Los defectos de tamaño crítico no tienen capacidad de autocuración y necesitan una intervención de reconstrucción adicional8. Los enfoques convencionales para el tratamiento de este tipo de defectos óseos, como los injertos óseos autólogos/alógenos y las prótesis metálicas, están limitados por la morbilidad y la escasez de sitios donantes, la posibilidad de reabsorciones y la fabricación y conformación complicadas para rellenar defectos irregulares9,10. Debido a estas limitaciones, los enfoques de ingeniería de tejido óseo con hidrogeles poliméricos 3D biodegradables y biocompatibles pueden considerarse candidatos potenciales para aumentar la eficacia de los protocolos de tratamiento al mejorar la proliferación y diferenciación de células madre. Las propiedades similares de los hidrogeles a la matriz extracelular ósea nativa (ECM) y la entrega de factores osteogénicos son las características principales que hacen que un hidrogel sea adecuado para la regeneración ósea. Otra característica esencial a tener en cuenta es la inyectabilidad de estos hidrogeles, lo que aporta una amplia gama de ventajas frente a los hidrogeles prefabricados11,12,13. Estos hidrogeles inyectables demuestran un excelente soporte para la infiltración, unión, proliferación y diferenciación de células madre cuando se fabrican con polímeros y sustancias adecuados. Además, el fácil manejo, la administración mínimamente invasiva y el cumplimiento de los defectos óseos de forma irregular son las ventajas de estos hidrogeles inyectables en la aplicación clínica además de la comodidad de los pacientes14,15,16,17,18.

Se han aplicado varios biomateriales para reconstruir tejido óseo dañado y perdido19,20,21. La polieteretercetona (PEEK) es un polímero orgánico y sintético prometedor con una estructura semicristalina. Se ha vuelto más popular debido a su alta biocapacidad, radiotransparencia y elasticidad similar al hueso natural en comparación con materiales metálicos como el titanio (Ti)22,23,24. Además, según los informes, los implantes de titanio y sus aleaciones han mostrado liberación de iones metálicos, osteólisis, alergenicidad y corrosión del metal durante la reconstrucción de defectos óseos en la región craneofacial25,26. La aplicación de PEEK en diferentes sustratos y materiales durante más de 40 años aprueba sus grandes capacidades para la aplicación de biomateriales. Como polímero de alto rendimiento, PEEK presenta una excelente resistencia química, una alta temperatura de fusión de 340 °C, una resistencia superior a la radiación y la esterilización, un alto módulo de elasticidad de 3,7 a 4,0 GPa y una alta resistencia a la tracción de 103 MPa27. Entre los materiales protésicos, el PEEK se utiliza ampliamente como componente debido a su buena estabilidad térmica y propiedades mecánicas similares a las del hueso natural. Estas propiedades ayudan a los compuestos basados ​​en PEEK a promover la regeneración ósea y retrasar la reabsorción del hueso adyacente28. Se ha fabricado una amplia gama de implantes espinales con PEEK, incluidas jaulas, varillas y tornillos, que están diseñados para permanecer rígidos mientras los huesos se fusionan gradualmente29,30,31,32. Las características más notables del PEEK, que lo convierten en un buen material en la región craneofacial, incluyen, entre otras, excelentes propiedades mecánicas, radiotransparencia natural y reducción de la transformación del calor19,33. Además, existen varias pruebas sobre la reducción de la osteólisis, el aumento de la formación de hueso y el apoyo a la mineralización inicial alrededor de los implantes de PEEK19. Sin embargo, algunos estudios demostraron que este sustrato no es tan bioactivo como el Ti; por lo que sugirieron la incorporación de PEEK con otros materiales22,34,35.

Debido a sus importantes características, la fibroína de seda (SF) es un biopolímero apropiado para sintetizar hidrogeles. Sin embargo, este material indica menor resistencia mecánica, lo que podría solucionarse mediante reticulación con otros materiales36. Los nanocristales de celulosa son polisacáridos naturales con notables propiedades fisicoquímicas, que convierten a esta sustancia en un potente agente de refuerzo para aplicaciones biomédicas, especialmente en ingeniería de tejidos óseos37.

Aunque diferentes estudios demuestran las notables características de los materiales basados ​​en PEEK, no hubo estudios que evaluaran hidrogeles inyectables que contienen PEEK con comportamiento de gelificación in situ para mejorar la capacidad osteogénica de este material para la regeneración ósea. Por lo tanto, en el presente estudio, se sintetizaron los hidrogeles de aldehído-celulosa nanocristalina/fibroína de seda/PEEK (ADCNCs/SF/PEEK) y se evaluó su capacidad de osteogénesis tanto in vitro como in vivo.

La fabricación exitosa de este hidrogel y su estructura porosa se caracterizó por espectroscopia infrarroja transformada de Fourier (FTIR), análisis termogravimétrico (TGA) y microscopía electrónica de barrido (SEM). En la fase in vitro, la citocompatibilidad de los hidrogeles fabricados se evaluó mediante el ensayo 3'(3-[4,5-dimetiltiazol-2-il]-2,5 bromuro de difeniltetrazolio) (MTT) en células madre de pulpa dental humana (hDPSC). ). Las HDPSC son células estromales multipotentes de fácil acceso extraídas del tejido pulpar con alta eficiencia y baja morbilidad. Se pueden criopreservar de forma segura para su uso en ensayos clínicos. Como osteoblastos, estas células pueden sintetizar chips de tejido óseo 3D y diferenciarse sinérgicamente en endoteliocitos y osteoblastos. Estas células madre mesenquimales parecen inmunoprivilegiadas, ya que pueden injertarse en tejidos alogénicos y ejercer efectos antiinflamatorios38. La diferenciación osteogénica de estas células en hidrogeles fabricados también se midió mediante tinción con rojo de alizarina, actividad de fosfatasa alcalina (ALP), PCR en tiempo real y transferencia Western para los marcadores relacionados. Además, el hueso recién formado en un defecto craneal de rata de tamaño crítico se evaluó mediante histología y tomografía computarizada de haz cónico (CBCT).

Los tiempos de gelificación promedio de los hidrogeles ADCNCs/SF con y sin PEEK fueron (63,21 ± 6,35 s) y (83,10 ± 9,21 s) respectivamente, que no mostraron una diferencia estadísticamente significativa.

Los espectros FTIR de ADCNC, SF, PEEK, ADCNC/SF y ADCNC/SF/PEEK se mostraron en la Fig. 1. El espectro FTIR de la fibroína de seda mostró fuertes bandas de absorción a 1540 cm−1 y 1244 cm−1 (amida II y III), 1660 cm-1 (estiramiento de amida I, CO y CN), 3300 cm-1 (estiramiento de NH), respectivamente. Las bandas en 1500–1300 cm−1 y 1100–900 cm−1 también podrían estar relacionadas con las regiones de flexión y estiramiento esquelético CH, respectivamente. Además, la secuencia -gly-gly- de la cadena de fibroína de seda fue observada por la banda a 1016 cm-1. El espectro FTIR del PEEK reveló el pico de vibración de estiramiento asimétrico para R–O–R en 1217,06 cm−1, el pico de vibración del marco del anillo aromático en 1593,49 cm−1 y 1485,73 cm−1, el pico de vibración de estiramiento para C=O a 1648 cm-1; y pico de vibración de estiramiento simétrico para R–CO–R en 925,29 cm−1. Además, el pico en 835,27 cm−1 y 765,07 cm−1 se puede atribuir a los picos de absorción de vibraciones de flexión para C–H fuera del plano del anillo de benceno. La sustitución de la posición para del anillo aromático se observó a 836,92 cm−1. En el espectro de ADCNC, la vibración simétrica a ~ 1742 cm−1 puede corresponder a la formación hemiacetal de grupos aldehído libres de AD-CNC. Después de preparar el hidrogel de ADCNC/SF, se observó un nuevo pico de absorción a 1680 cm−1 debido al entrecruzamiento químico entre los grupos amino de SF y los grupos dialdehído de ADCNC. Además, la presencia de un nuevo pico en 1648 cm-1 confirmó la incorporación exitosa de PEEK en el andamio ADCNCs/SF.

Espectros FTIR de ADCNC, SF, PEEK, ADCNC/SF y ADCNC/SF/PEEK.

Los resultados del análisis termogravimétrico de los hidrogeles ADCNCs/SF y ADCNCs/SF/PEEK se muestran en la Fig. 2. Las curvas TGA de los hidrogeles muestran una pérdida de peso en tres etapas. La primera etapa (30–210 °C) está relacionada con la pérdida de agua absorbida y unida, alrededor del 6 % de pérdida de peso para los hidrogeles ADCNC/SF y ADCNC/SF/PEEK. La segunda etapa, 210-310 °C, se debe a la degradación de ADCNC y SF con una pérdida de peso del 37%. El tercer paso de pérdida de peso corresponde a la disociación o reordenamiento de la cadena. De acuerdo con la literatura previa, la adición de compuestos minerales como PEEK aumenta el peso residual de la degradación térmica, lo que representa una mejor estabilidad térmica39,40,41.

Curvas TGA de ADCNCs/SF y ADCNCs/SF/PEEK.

Los comportamientos reológicos de los hidrogeles desarrollados se realizaron mediante reología oscilatoria. En función de la frecuencia angular, la asociación de almacenamiento (G′) y módulo de pérdida (G″) de los hidrogeles se caracterizó en la Fig. 3. Los comportamientos reológicos están influenciados principalmente por los enlaces covalentes entre los grupos amino de SF y aldehído. funcionalidad, enlaces electrostáticos y de hidrógeno entre SF y ADCNCs, y el refuerzo en la red42. Los resultados mostraron que G″ era menor que G′ para los hidrogeles SF/ADCNC que contenían PEEK, lo que afirma una red reticulada estable mejorada rápidamente con el contenido de PEEK. Además, se observó una buena compatibilidad interfacial entre SF, ADCNC y PEEK porque SF/ADCNC/PEEK ofreció una magnitud de G 1,1 veces mayor en comparación con SF/ADCNC.

Barrido de frecuencia de hidrogeles ADCNCs/SF y ADCNCs/SF/PEEK.

Los resultados del estudio de degradación mostraron la reducción de la tasa de degradación en los hidrogeles ADCNCs/SF/PEEK debido a la disminución de la movilidad de las cadenas de la red, lo que lleva a una baja penetración de las moléculas de agua en la estructura del hidrogel. Por lo tanto, los hidrogeles ADCNCs/SF/PEEK tenían una tasa de degradación más lenta que los hidrogeles ADCNCs/SF (Fig. 4A).

(A) Perfil de degradación in vitro de ADCNCs/SF y ADCNCs/SF/PEEK. (B) Grado de hinchamiento de los hidrogeles ADCNCs/SF y ADCNCs/SF/PEEK. Los datos se expresan como media ± desviación estándar (n = 3).

Como se señaló en estudios previos, las propiedades de hinchamiento de los hidrogeles dependen principalmente de la capacidad hidrofílica de los grupos funcionales, la cristalinidad y la resistencia mecánica43. En este sentido, los resultados indicaron que el hinchamiento de los compuestos de hidrogel había alcanzado el hinchamiento de equilibrio de los compuestos de hidrogel 12 h después de sumergirse en PBS (Fig. 4B). Este hallazgo sugirió las características de rápido hinchamiento del hidrogel. La proporción de hinchamiento del hidrogel ADCNCs/SF fue estadísticamente mayor que la de los hidrogeles ADCNCs/SF/PEEK, lo que confirma que la adición de PEEK como material de refuerzo influyó en la cristalinidad de la matriz. Por otro lado, la relación de hinchamiento disminuyó a medida que se incorporaba el PEEK debido a su alta cristalinidad e hidrofobicidad.

La morfología del polvo de PEEK en una imagen de bajo aumento mostró que las partículas de PEEK tienen una forma casi esférica (Fig. 5a). La imagen de gran aumento reveló que la superficie de las partículas era relativamente rugosa (Fig. 5b). El composite presentó estructuras porosas interconectadas (Fig. 5c). La morfología de los andamios ADCNCs/SF/PEEK con mayor aumento se muestra en la Fig. 5d. Las evaluaciones SEM demostraron un andamio poroso homogéneo. Además, SEM reveló la adhesión de hDPSC en la estructura del andamio (Fig. 5e).

imagen MEB. (a) partículas de PEEK a bajo aumento, (b) partículas de PEEK a gran aumento, (c y d) hidrogel ADCNCs/SF/PEEK; (e) Células madre de pulpa dental humana en hidrogeles fabricados.

La proliferación de las hDPSC se determinó mediante el ensayo MTT 1, 3 y 5 días después de la siembra en hidrogeles ADCNC/SF y ADCNC/SF/PEEK. En comparación con el grupo de control (células sin hidrogeles), la viabilidad de las hDPSC aumentó en todos los grupos (Fig. 6). Además, la proliferación de hDPSC sembradas en hidrogeles aumentó con el tiempo. En otras palabras, la proliferación de hDPSC aumentó significativamente de manera dependiente del tiempo. Generalmente, 3 y 5 días después de la siembra de células madre en hidrogeles ADCNCs/SF/PEEK, se observó un aumento significativo en el valor de OD.

El ensayo MTT indicó la citocompatibilidad de los andamios sintetizados. La proliferación de hDPSC sembradas en hidrogeles aumentó con el tiempo. Esta proliferación aumentó significativamente los días 3 y 5 después de la siembra de células madre en hidrogeles. Control: DPSC sin hidrogeles enfrentados, ADCNC/SF: DPSCS sembrado en hidrogel sin PEEK, ADCNC/SF/PEEK: DPSCS sembrado en hidrogel que contiene PEEK (*P < 0,05).

La actividad de la enzima ALP se midió siete días después de la siembra de hDPSC en hidrogeles. Según los resultados, la expresión de esta enzima aumentó significativamente en los grupos ADCNC/SF/PEEK en comparación con los grupos ADCNC/SF y control (P < 0,00). La actividad de ALP en los grupos experimentales fue de 123,428, 228,5933 y 261,47 (UI/mg de proteína) en los grupos de control, ADCNC/SF y ADCNC/SF/PEEK, respectivamente (Fig. 7.A).

(A) La actividad de la fosfatasa alcalina aumentó significativamente en ambos hidrogeles fabricados en comparación con el grupo de control (B) Se realizó tinción con rojo de alizarina para detectar la acumulación de calcio en las hDPSC. En comparación con el control, la intensidad del color rojo fue significativamente mayor en los hidrogeles ADCNCs/SF y ADCNCs/SF/PEEK. Además, agregar PEEK en la columna vertebral del andamio mostró una mineralización drásticamente alta en comparación con el grupo de control. Control: DPSC sin hidrogeles enfrentados, ADCNC/SF: DPSCS sembradas en hidrogel sin PEEK, ADCNC/SF/PEEK: DPSC sembradas en hidrogel que contiene PEEK (*P < 0,05).

La deposición de calcio de hDPSC en hidrogel inyectable que contenía partículas de PEEK aumentó significativamente, lo que se detectó mediante las tinciones rojas en el ensayo de tinción Alizarin Red S (Fig. 7B).

La influencia de los hidrogeles sintetizados en la osteogénesis de las HDPSC se analizó mediante la expresión de marcadores osteogénicos, incluidos Runx2, osteocalcina (OCN) y COL1α1, tanto a nivel de genes como de proteínas. Según los resultados, las células sembradas en ADCNCs/SF/PEEK tenían niveles de expresión de ARNm más altos (Fig. 8A). Esta diferencia fue significativa en comparación con ADCNCs/SF y grupos de control en todos los genes evaluados. El análisis de transferencia de Western también reveló que el componente ADCNCs/SF/PEEK condujo a una marcada regulación positiva en la expresión de las proteínas Runx2, COL1α1 y OCN (Fig. 8B). Como se muestra, los resultados de la transferencia Western fueron consistentes con los datos de la PCR. Los resultados demostraron que la presencia de partículas de PEEK en el hidrogel indujo la expresión de proteínas y genes osteogénicos en hDPSC y promovió su diferenciación a osteoblastos.

(A) Los niveles de expresión de los genes Runx2, OCN y COL1A1 en hDPSC sembradas en hidrogeles sintetizados después de 14 días aumentaron drásticamente. (B) La transferencia de Western evaluó la secreción de los mismos factores en los niveles de proteína después de 7 días. La siembra de hDPSC en los hidrogeles sintetizados también aumentó la expresión de los marcadores osteogénicos evaluados en los niveles de proteína. Control: DPSC sin hidrogeles, ADCNC/SF: DPSC sembradas en hidrogel ADCNC/SF, ADCNC/SF/PEEK: DPSC sembradas en hidrogel que contiene PEEK (*P < 0,05).

Se realizó un análisis CBCT para evaluar la formación de hueso en el área del defecto 8 semanas después de la implantación de hidrogeles. El volumen total de formación ósea en los defectos de tamaño crítico fue de 28,59 ± 7,5990 mm3, mientras que estas cantidades fueron de 38,15 ± 11,63 mm3 y 52,5 ± 7,8 mm3 en los grupos ADCNC/SF y ADCNC/SF/PEEK, respectivamente. Las diferencias entre los grupos estudiados fueron significativamente mayores en los hidrogeles ADCNCs/SF/PEEK en comparación con el grupo control (Fig. 9).

Los hidrogeles inyectables ADCNCs/SF/PEEK aumentaron drásticamente la formación ósea después de 8 semanas, como lo demostró CBCT. El cierre casi total se produjo en el grupo ADCNC/SF/PEEK, mientras que el grupo ADCNC/SF causó menos volumen óseo en el área del defecto. Se midió el volumen óseo (mm3) en los sitios de defectos de todas las muestras. La diferencia significativa fue entre los grupos ADCNCs/SF/PEEK con control. Control: defectos óseos de tamaño crítico sin ningún tratamiento, ADCNCs/SF: defectos óseos de tamaño crítico rellenos con hidrogel sin PEEK, ADCNCs/SF/PEEK: defectos óseos de tamaño crítico rellenos con hidrogel que contiene PEEK (*P < 0,05).

Ocho semanas después de la cirugía, no se observaron reacciones inflamatorias o infecciosas graves en los grupos. La tinción con hematoxilina y eosina (H&E) en las muestras del grupo control identificó hueso lamelar ocupado por osteocitos maduros y médula ósea alrededor del defecto. El borde del defecto óseo fue obviamente detectable en la sección de tejido, mientras que se observaron algunas células osteoblásticas alrededor del defecto óseo. Este grupo no tuvo una regeneración ósea significativa (Fig. 10A). En el grupo ADCNCs/SF, se inició la formación de hueso nuevo en el área de inyección en el defecto óseo. Alrededor de la zona del defecto se presentaban unas espículas óseas con mineralización central rodeadas de osteoblastos. El tejido conectivo que contenía fibroblastos y nuevos vasos sanguíneos proporcionó el proceso de curación en diferentes partes de este grupo. Se observaron algunas células inflamatorias en el tejido conjuntivo; sin embargo, no hubo signos evidentes de inflamación en las ratas. En este grupo se presentó una regeneración ósea moderada, mientras que la mayor parte del tejido obturado fue tejido conectivo (Fig. 10B). En el grupo que contenía PEEK, se notó el progreso de una mayor formación de hueso nuevo. El área del defecto estaba llena de muchas áreas microquísticas que contenían la fase primaria de formación ósea. Este grupo no tenía regiones libres de células y todo el defecto estaba lleno de tejido regenerativo. Se presentaron áreas de etapas primarias y avanzadas de formación ósea. Se identificó la ligera formación de la matriz ósea. Se detectaron varios osteoblastos alrededor de las espículas óseas. En algunas áreas, la matriz maduró y la deposición de minerales formó un hueso nuevo pero maduro que contenía células osteoides. Se observó tejido conectivo que contenía fibroblastos, mientras que no hubo evidencia de reacciones de cuerpo extraño (Fig. 10C).

Histología de muestras. (A) Defectos óseos de tamaño crítico sin tratamiento: Se identificó un defecto óseo en la parte central de la sección. Alrededor del defecto óseo, se detectó hueso maduro que contenía la médula ósea (A). (B) Defectos óseos de tamaño crítico rellenos con hidrogel sin PEEK (ADCNCs/SF): el área principal de los defectos óseos se rellenó con tejido conectivo y fibroso (FT). Se observaron espículas óseas con mineralización central en algunas partes (B). (C) Defectos óseos de tamaño crítico rellenos con un hidrogel que contiene PEEK (ADCNCs/SF/PEEK): Varias áreas microquísticas que contenían la fase primaria de calcificación (A) y varias islas de formación de hueso nuevo (B) estaban presentes en el área de curación . Las flechas negras muestran osteoblastos alrededor de las espículas óseas. La cavidad se rellenó con tejido regenerativo, incluido tejido fibroso (FT) y matriz ósea. El hueso maduro que contiene osteoblastos (círculos negros) es evidente en la parte superior derecha de la sección.

Durante las últimas décadas, la aplicación de hidrogeles inyectables para reconstruir defectos óseos con tamaño y forma irregulares ha llamado mucho la atención. El objetivo del estudio actual fue desarrollar hidrogel inyectable que contenga PEEK para regenerar defectos óseos de tamaño crítico en la región craneal. Estos defectos quirúrgicamente desafiantes deben manejarse con cuidado para reconstruir el área perdida y lograr la función y la estética deseadas. Los hidrogeles de formación in situ inyectables son enfoques prometedores que pueden proporcionar una distribución sencilla y homogénea del hidrogel en defectos irregulares y grandes antes de la gelificación completa del hidrogel. Además, estos materiales son mínimamente invasivos, lo que reduce la necesidad de grandes incisiones, lo que genera comodidad para el paciente, formación de cicatrices e infecciones44,45.

Según los resultados del estudio actual, los hidrogeles de formación in situ inyectables proporcionan estructuras porosas interconectadas. Esta estructura ofrece una superficie adecuada para la adhesión celular, la distribución de nutrientes y desechos42. La no toxicidad de los hidrogeles fabricados es otro factor crítico para el desarrollo de biomateriales. La citocompatibilidad del hidrogel desarrollado en este estudio fue confirmada por el ensayo MTT. Además, la capacidad osteoinductora de este hidrogel se observó tanto en fase in vitro como in vivo.

PEEK puede considerarse un candidato principal para el reemplazo de implantes metálicos debido a sus propiedades mecánicas y químicas. Sin embargo, se informa como una sustancia bio-internet en algunas publicaciones, lo que puede ser un obstáculo para sus aplicaciones biológicas y clínicas29,46,47. Algunos estudios demostraron que este material no podía inducir tanta proliferación como otros materiales similares como el titanio19,48. Sin embargo, esta carencia está tratando de ser cubierta por la modulación de superficie. Según las evidencias, la morfología y proliferación celular se ven directamente afectadas por la rugosidad superficial de los materiales49. Los investigadores han demostrado que la rugosidad moderada del PEEK proporcionó una unión celular significativamente mejor50,51. Además, algunos estudios mostraron que la topografía juega un papel más importante en la unión celular que la composición química51,52,53. Por lo tanto, la adhesión y proliferación celular parecen verse afectadas no solo por la composición química sino también por la topografía de los sustratos. PEEK ha mostrado efectos proliferativos en diferentes líneas celulares54. Además, una revisión sistemática mostró una mejor adhesión, proliferación, biocompatibilidad y osteogénesis en la superficie de los materiales de implante PEEK22. En el estudio actual, los hidrogeles ADCNC/SF/PEEK fabricados no tuvieron citotoxicidad en las hDPSC. Las HDPSC en hidrogeles fabricados proporcionaron una mejor proliferación celular en comparación con el grupo de control. Además, agregar PEEK en la columna vertebral ADCNCs/SF afectó positivamente a esas células. Estos resultados mostraron que la rugosidad de la superficie de PEEK podría considerarse una ventaja para la proliferación celular. Se lograron resultados similares mientras que la rugosidad de la superficie aumentaba en presencia del PEEK55.

Para evaluar la respuesta de las hDPSC a los hidrogeles fabricados, se realizaron pruebas de ALP, AlZ, PCR en tiempo real y transferencia Western. ALP ha sido conocido como un marcador temprano de diferenciación osto/odontogénica que es esencial para la siguiente mineralización. El mecanismo subyacente está relacionado con la hidrolización del éster de fosfato con Alp como factor de transcripción que puede promover la diferenciación de osteoblastos56,57. Las cantidades mejoradas del nivel de fosfato secretado en los grupos ADCNC/SF y ADCNC/SF/PEEK en comparación con el grupo de control demostraron la mayor secreción de este marcador de diferenciación temprana. La evaluación de los hidrogeles basados ​​en nanocristales de celulosa también mostró un mayor nivel de actividad de Alp en las líneas celulares MC3T3-E158,59.

La tinción con rojo de alizarina se aplicó para evaluar el potencial de mineralización de los hidrogeles desarrollados en hDPSC. En este ensayo, la tinción positiva y el color rojo intenso indican depósito de fosfato de calcio y mineralización37. Los hidrogeles que contenían PEEK demostraron valores de OD más altos que los ADCNC/SF y el grupo de control, lo que sugirió un mayor potencial de mineralización de los hidrogeles ADCNC/SF/PEEK. Las matrices aniónicas en la estructura del andamio están unidas a los iones de calcio secretados para la formación de nichos de nucliación42. Los otros estudios evaluaron la deposición de calcio en hidrogeles de fibroína de seda y nanocristales de celulosa en células mesenquimales de médula ósea humana y sugirieron que esta columna vertebral elevaba la deposición de calcio y la formación de citoesqueleto37,60,61.

Los genes de osteogénesis y la expresión de proteínas se midieron mediante PCR en tiempo real y técnicas de transferencia Western en los grupos estudiados. La expresión de tres marcadores osteogénicos específicos (Runx2, OCN y Col1α1) se midió tanto en los niveles de genes como de proteínas en hDPSC expuestas a hidrogeles fabricados. La evaluación de estos marcadores reveló una mayor expresión en células con ADCNCS/SF y ADCNCS/SF/PEEK. Estos resultados sugirieron la gran capacidad de inducción osteogénica del hidrogel fabricado para aplicaciones de regeneración ósea. Hay dos fases en la formación de hueso natural: osificación endocondral e intramembranosa. El primero requiere plantillas de cartílago, mientras que el segundo ocurre debido a la condensación mesenquimatosa. La diferenciación de células madre mesenquimales a osteoblastos involucra varios factores de transcripción y señalización36,62. Por ejemplo, la expresión de Runx2 es obligatoria para diferenciar las células madre mesenquimales en el fenotipo osteoblástico63. Por lo tanto, las cantidades más altas de este marcador en ADCNCS/SF y ADCNCS/SF/PEEK en comparación con el grupo de control sugirieron un mayor potencial osteogénico de las hDPSC después de la exposición a hidrogeles fabricados.

El otro factor expresado en células madre mesenquimales inmaduras y preosteoblastos es Col1α1. Mientras tanto, la osteocalcina es el otro marcador que se supone que se incrusta en la matriz ósea y forma los osteocitos64,65. Se informó un mayor potencial osteogénico de las células madre mesenquimales de la médula ósea mientras se sembraban en hidrogeles de quitosano/fibroína de celulosa de seda. Los autores aclararon que los grupos funcionales de hidrogel facilitan la formación de apatita en la matriz extracelular60. Liu et al. indicó la capacidad de diferenciación osteoblástica de las células madre mesenquimales de la médula ósea en construcciones 3D de PEEK66. Algunos estudios sugirieron el aumento de la capacidad osteogénica del PEEK al ser incorporado o modificado por diferentes sustancias19,22,24,48. La columna vertebral de ADCNC/SF apoya en gran medida la mejora de las propiedades biológicas de este material. Por lo tanto, la estructura adecuada de los hidrogeles fabricados facilitó la diferenciación osteogénica de las DPSC. Esta mayor expresión se observó incluso en los niveles de proteína en diferentes estudios que utilizaron estructuras y materiales de columna vertebral similares37,67.

En este estudio, utilizamos modelos de ratas para determinar la formación ósea en defectos óseos de tamaño crítico. Se realizó un análisis CBCT y se utilizó un software mímico para evaluar la reconstrucción 3D y el volumen óseo. Además, se realizó tinción con H&E en muestras de hueso. El hueso recién formado se observó en ambos grupos experimentales que contenían el hidrogel. El procedimiento de curación fue superior en esos grupos en comparación con los defectos óseos de tamaño crítico sin ningún tratamiento. Estos hallazgos sugirieron el microambiente apropiado de los hidrogeles para la regeneración ósea. Los efectos positivos del biomaterial a base de nanocristales de celulosa o la regeneración del tejido óseo fueron reportados previamente37,60. Además, se ha demostrado que la incorporación de andamios basados ​​en fibroína de seda con cerámica y otras moléculas bioactivas mejoró la expresión de marcadores osteogénicos y elevó la regeneración ósea en defectos óseos68. El estudio actual incorporó fibroína de seda con celulosa nanocristalina y PEEK como un hidrogel de formación in situ inyectable. Aunque no evaluamos las propiedades biomecánicas en el hueso recién formado, nuestros resultados confirmaron la inducción osteogénica deseable para la regeneración de defectos craneales de tamaño crítico. Para estudios futuros, es necesario realizar más investigaciones sobre la optimización de este andamio para áreas de carga, como las mandíbulas, considerando más grupos de estudio, incluidos los implantes ortopédicos basados ​​en PEEK.

Los capullos de seda de Bombyx mori (B. Mori) fueron obtenidos por el Centro de Investigación del Gusano de Seda (Gilan, Irán). El polvo de celulosa microcristalina (MCC) fue amablemente donado por Zahravi Pharmaceutical Company (Irán). El peryodato de sodio (NaIO4), el sulfóxido de dimetilo (DMSO), el bromuro de litio (LiBr), el carbonato de sodio (Na2CO3) y la bolsa de diálisis (MWCO = 3000 y 12 000 Da) se compraron de Sigma-Aldrich Co. (St Louis, MO, EE. UU. ). PEEK también se adquirió de Merck (tamaño de partícula medio 80 micrómetros, GF75065755).

Los capullos de gusanos de seda se cortaron en pedazos y luego se desgomaron durante 30 minutos en una solución de Na2CO3 hirviendo para eliminar las proteínas de sericina. Luego, las muestras se enjuagaron a fondo, se desionizaron con agua varias veces y se secaron al aire durante la noche. A continuación, las muestras se sumergieron en bromuro de litio 9,3 M (1 g en 4 ml) durante 4 horas a 60 °C y luego se dializaron (3 kDa MWCO) para eliminar el LiBr durante 4 días. La solución obtenida se centrifugó para eliminar los desechos residuales para su uso posterior.

La solución de CNC se preparó de acuerdo con nuestro trabajo anterior69,70. Posteriormente, la reacción de la solución de CNC con solución de NaIO4 (300 µg/mL) se realizó en condiciones de oscuridad durante 8 h. Para finalizar la respuesta, se añadieron 600 µL de etilenglicol a la solución y luego se dializó la solución para una mayor purificación. El producto final se liofilizó para obtener el polvo de ADCNC.

Para este propósito, las soluciones preparadas de fibroína de seda (~ 7 %) y ADCNC (~ 0,5 % en peso) se transfirieron a dos barriles y luego se inyectaron en un molde, y luego se mantuvieron durante 30 min para obtener el hidrogel (Fig. 11.A). ). El hidrogel se preparó utilizando una jeringa de doble cilindro con una aguja de calibre (21 G). Para el hidrogel que contenía PEEK, el polvo (10 % en peso) se añadió a la solución de ADCNC.

(A) Hidrogel inyectable ADCNCs/SF/PEEK. (B) Defecto óseo de tamaño crítico (8 mm) en cráneo de rata (C) ADCNCs/SF/PEEK hidrogel en defecto creado (D) Cierre de incisión.

Calculamos el contenido de aldehídos para evaluar el grado de oxidación de los ADCNC71,72. Primero, se agregaron 2 ml de solución de clorhidrato de hidroxilamina (0,35 M) a 1 ml de solución de ADCNC (pH = 5,0) y luego se agitó durante 8 h a 55 °C. Los valores de alimentación de la solución de NaOH (0,5 M) se registraron como Vc y Vb para la titulación de ADCNC y CNC. El peso molecular de los ADCNC es de aproximadamente 162 g/mol. Luego, el contenido de aldehído se estimó mediante la siguiente ecuación:

donde m es el peso seco (g) de la muestra de ADCNC.

Este estudio utilizó el dispositivo TGA (TGA/SDTA 851/Mettlear Toledo, España) en atmósfera de nitrógeno (20 mL/min). El rango de temperatura fue de 30 °C a 600 °C a una velocidad de calentamiento de 10 °C/min. En gránulos de KBr comprimidos, los espectros FTIR de hidrogeles se registraron con una resolución (4,0 cm-1) y 16 escaneos por minuto mediante Bruker Tensor 27. El rango del número de onda se estableció entre 400 y 4000 cm-1. Se consideró la prueba del tubo invertido para calcular el tiempo de gelificación.

El análisis de la prueba de barrido de frecuencias se completó con un rango de frecuencias de 1 a 100 rad/s y una deformación regular de ɤ = 0,01. Se evaluaron la viscosidad dinámica, el módulo de almacenamiento (G′) y el módulo de pérdida (G″).

Los hidrogeles se empaparon en 20 ml de solución salina tamponada con fosfato (PBS, pH = 7,4). Luego, las muestras se colocaron en una incubadora con agitación a 37 °C. Después de intervalos de tiempo predeterminados (1, 2, 4, 6 y 8), las piezas se retiraron del medio y se secaron al vacío. La degradación se cuantificó utilizando la siguiente ecuación:

donde Wi es la masa polimérica seca inicial y Wf es la masa polimérica seca a la vez.

Para evaluar la capacidad de hinchamiento de los hidrogeles, las muestras especificadas se sumergieron en agua desionizada a 37 °C. En resumen, primero se midió el peso seco de los hidrogeles (Wd) y luego se pesaron los hidrogeles hinchados después de 1, 6, 12, 24, 48, 72 y 96 h (Ws). El grado de hinchamiento (SD) se registró de acuerdo con la Eq:

Las HDPSC se compraron en la Universidad Shahid Beheshti y se cultivaron en medio Eagle modificado de Dulbecco con glucosa de alto contenido (DMEM/HG; Cat No: 31600083; Gibco; EE. UU.) que contenía %10 de suero fetal bovino (FBS; Gibco) y 1 % de penicilina/estreptomicina (Gibco, EE. UU.). Después de alcanzar una confluencia del 80%, las células se tripsinizaron (Gibco, Singapur) y se sembraron en andamios esterilizados para pruebas in vitro.

La morfología superficial y la estructura de los andamios ADCNCS/SF/PEEK con y sin hDPSC se evaluaron mediante SEM tres días después de la siembra. Antes de la evaluación, las hDPSC se fijaron en glutaraldehído al 2,5 % en los andamios, como se describió recientemente73. Después de la fijación, los hidrogeles que contenían hDPSC se deshidrataron utilizando una serie graduada de concentraciones de alcohol (50, 70, 90 y 100 %)74. Posteriormente, los andamios con y sin células madre se cortaron en tres especímenes y se cubrieron con una gruesa capa de oro. Para caracterizar estas muestras, se aplicó FE-SEM 1430 vp (MIRA3 FEG-SEM—Tescan, Czech).

Los efectos de los andamios sintetizados en las hDPSC se evaluaron mediante el ensayo MTT. Brevemente, se sembraron 5 × 103 células en andamios ADCNCs/SF y ADCNCS/SF/PEEK en las placas de 96 pocillos. Las hDPSC se cultivaron sin armazones en la superficie de poliestireno de tres pocillos en la misma placa y se consideraron como grupo de control. Después de 1, 3 y 5 días, se agregaron 50 μL de solución de 3-(4,5-Dimetiltiazol-2-il-2, 5-difeniltetrazolio bromuro) (Invitrogen, Carlsbad, CA, EE. UU.) (5 mg/mL) al medio y luego de incubación por 4 h a 37 °C y 5% CO2; el medio se reemplazó por 100 μL de DMSO y el cambio de color de la solución de cristales de formazán púrpura se midió con un lector de microplacas (BioTek, EE. UU.) en la longitud de onda de 570 nm.

La acumulación de calcio de las hDPSC sembradas en hidrogeles ADCNCS/SF y ADCNCS/SF/PEEK se midió mediante tinción con rojo de alizarina para determinar la mineralización de estas células. Se sembraron 5 × 105 células en los hidrogeles sintetizados, que se colocaron en placas de 6 pocillos de la siguiente manera; tres pozos se llenaron con hidrogeles ADCNCS/SF, tres pozos se llenaron con ADCNCS/SF/PEEK y tres pozos contenían hDPSC sin andamios, que se consideró como el grupo de control. Después de catorce días, las células se fijaron con paraformaldehído al 2% (Sigma-Aldrich Co.) y se lavaron con PBS. A continuación, las células se tiñeron con rojo de alizarina 40 mM (pH 4,2, Sigma-Aldrich Co.) durante 40 min en la oscuridad a temperatura ambiente. Finalmente, los pocillos se lavaron tres veces con agua destilada y se dejaron secar. Las placas de cultivo se fotografiaron con un microscopio óptico para mostrar nódulos mineralizados que aparecían con un centro de color rojo oscuro y un área periférica de color rojo claro. Para el análisis cuantitativo, después de agregar una solución de ácido acético al 10 % durante 30 min y agitar, se agregó una solución de hidróxido de amonio al 10 % para neutralizar la reacción. La intensidad del color se determinó mediante un lector ELISA (BioTek, EE. UU.) a 405 nm.

La actividad de fosfatasa alcalina de las hDPSC sembradas en hidrogeles sintetizados se determinó según las instrucciones del fabricante (kit de ensayo ALP, Pars Azmoon, Irán). Se prepararon placas similares en las mismas condiciones que la prueba ARS. Siete días después de la siembra celular, las muestras se lavaron dos veces con PBS y se lisaron en tampón de lisis alcalino. Después de 45 min de incubación, se midió la concentración de P-nitrofenol a 405 nm y los resultados se expresaron como UI/mg de proteína.

Se cultivaron 1 × 106 hDPSC en los andamios sintetizados, que se colocaron en las placas de seis pocillos. Después de catorce días, el ARN total se extrajo de acuerdo con las instrucciones de fabricación con el tampón Ambion TRIzol (Cat No: 15596–026, Invitrogen, EE. UU.) y la calidad del ARN obtenido se determinó con Nanodrop (Thermo Scientific, Waltham, MA, EE. UU.) . Luego, se usó 1 μg de ARN total para la síntesis de ADNc mediante un kit de síntesis de ADNc (Cat No: YT4500). El nivel de expresión de tres genes para la diferenciación osteogénica se evaluó mediante cebadores específicos, incluidos Runx2, OCN y COL1A1 (Tabla 1). El gen de la β-actina se utilizó como gen doméstico para la normalización. La expresión se midió mediante un sistema RT-PCR (LightCycler 96). Cada dato se repitió en tres experimentos separados y tres veces. El análisis de los datos se realizó por el método de Pfaffl75.

El ensayo de inmunotransferencia se realizó para evaluar el nivel de expresión de proteínas osteogénicas en hDPSC sembradas en hidrogeles ADCNCS/SF y ADCNCS/SF/PEEK. HDPSCs se sembraron sin andamios considerados como un grupo de control. Esta prueba se realizó de acuerdo con los protocolos estándar descritos en nuestro estudio anterior76. Brevemente, después de siete días, las células se lisaron en una solución tampón de lisis celular helada (NaCl, NP-40 y Tris-HCl), incluidos los inhibidores de enzimas combinados. Las soluciones se sonicaron y luego se centrifugaron a 14.000 g durante 20 min. Se analizó el sobrenadante para determinar el contenido de proteínas totales mediante el sistema de espectrofotómetro Picodrop (n.º de modelo: PICOPET01, n.º de serie 000212/1) y se resolvió mediante el método SDS-PAGE. Se añadió la siguiente solución de anticuerpo primario a las muestras y luego se incubó durante la noche a 4 °C; Runx2 (RUNX2 (F-2), Cat No: sc-390351, Santa Cruz Biotechnology, Inc.), colágeno tipo Ι alfa Ι (COL1α1 (3G3), Cat No: sc-293182, Santa Cruz Biotechnology, Inc.), osteocalcina (OCN (FL-100), Nº de catálogo: sc-30044, Santa Cruz Biotechnology, Inc.), y β-actina (Nº de catálogo: sc-47778, Santa Cruz Biotechnology, Inc.). Las muestras se incubaron con anticuerpo anti-IgG conjugado con HRP secundario (Cat No: sc-2357, Santa Cruz Biotechnology, Inc.) durante 1 hora a temperatura ambiente. Se usó el kit de solución ECL plus (BioRad) para detectar las transferencias inmunorreactivas. La visualización de las proteínas reactivas en el proceso de transferencia se realizó de acuerdo con las instrucciones del fabricante. Este experimento se realizó por triplicado.

Doce ratas Wistar maduras, de 8 semanas de edad y con un peso de 3500 a 400 g, se ingresaron en el estudio actual y se dividieron al azar en tres grupos. Cada grupo contenía cuatro ratas, que se mantuvieron solas en cajas libres de patógenos durante siete días para que se adaptaran a las condiciones de la casa de los animales. Esta condición incluía una temperatura de 22 ± 5 °C, una humedad de 50–60 % y un ciclo de luz/oscuridad de 12 h. Todas las ratas tenían acceso a alimento estándar para ratas y agua en la misma cantidad y condición.

Para evaluar el efecto osteogénico de los hidrogeles sintetizados, se creó un defecto de 8 mm de diámetro en la bóveda craneal de cada rata (Fig. 11B). Para la anestesia se inyectó por vía intramuscular una mezcla de ketamina (Rotexmedica, Trittau, Alemania)/xilazina (Alfasan, Países Bajos) (45/10 mg/kg). Se rasuró el área calvarial y se desinfectó con povidona yodada. Después de eso, se hizo una incisión cortante de aproximadamente 25 mm con bisturí #13. Se utilizó Prichard Periosteal Elevator para retraer los tejidos. Luego, se creó un defecto de ocho mm con la fresa de trépano del kit de implantes dentales (DASK, Dentium Advanced Sinus Kit, Corea del Sur) mientras se enfriaba el sitio quirúrgico con solución salina estéril. Los defectos creados en cuatro ratas se rellenaron con ADCNCS/SF, mientras que las otras cuatro tasas recibieron hidrogeles ADCNCS/SF/PEEK (Fig. 11C). Los sitios defectuosos en las cuatro ratas restantes no se llenaron con ningún material y se consideraron el grupo de control. Las incisiones se suturaron con seda trenzada negra quirúrgica USP 3/0 no absorbible (HURTEB Medical Devices, Teherán, Irán) (Fig. 11D). Para el dolor postoperatorio, se realizó la inyección subcutánea de Piroxicam (Exir, Teherán, Irán) para cada rata inmediatamente después de la cirugía y 24 h después. Después de que las ratas se activaron, fueron transferidas a sus cajas y recibieron comida y agua, como se mencionó. Los sitios de cirugía se cubrieron con pomada para la piel con gentamicina para prevenir infecciones. Las suturas se retiraron siete días después de la cirugía.

Después de ocho semanas, las ratas se sacrificaron mediante una sobredosis de pentobarbital (100 mg/kg) y las áreas defectuosas se eliminaron de la bóveda craneal de cada rata con márgenes extra seguros de 2 mm. Después de la recolección de muestras óseas, los cadáveres fueron descartados por entierro.

Las piezas de hueso se lavaron con una solución salina tamponada con fosfato (PBS) para eliminar el tejido circundante adherido y se fijaron en formalina tamponada neutra al 10% (Pars Chemie, Teherán, Irán). La formación de hueso nuevo se analizó mediante una evaluación radiológica (CBCT) e histológica (H&E).

Después de sacrificar las ratas y recolectar los segmentos óseos, las muestras se escanearon con Cone Beam Computed Scan (CBCT, NewTom VGi, Verona, Italia). La dirección del cono se colocó paralela a la superficie coronal de los defectos óseos como se describió anteriormente77. Para crear la reconstrucción 3D, el análisis se realizó con Mimics Medical 21.0 (Materialise, Lovaina, Bélgica) y se midió el volumen total de formación ósea. Brevemente, los archivos DICOM se cargaron en el software y, para la reconstrucción, los umbrales inferior y superior oscilaron entre 0 y 700 unidades Hounsfield. El volumen óseo total se midió en la región cilíndrica (8 mm × 1 mm). Se calcularon cuatro modelos de defectos para cada grupo y los datos se informaron como media ± SD.

Después del análisis CBCT, todas las muestras fueron descalcificadas. En este proceso se utilizó ácido nítrico al 3% (7697-37-2, Sigma, EE. UU.) para la descalcificación78. Después de la descalcificación, los especímenes fueron cortados en dos y deshidratados por el gradiente de soluciones de etanol en un procesador de tejidos (MeyMed, DS 2080/H, Teherán, Irán). Las muestras deshidratadas se incluyeron en bloques de cera de parafina (HistoWax, SCILAB, Reino Unido). Las muestras se seccionaron en portaobjetos histológicos de 5 μm utilizando un micrótomo rotatorio (DID SABZ, DS 4055, Urmia, Irán), luego se transfirieron a portaobjetos de vidrio y se pegaron con medio de montaje (05-BMHM100, Bio Mount HM, Milán, Italia). Se realizaron hematoxilina (PadtanTeb, Teherán, Irán) y eosina (CARLO ERBA), para observar la formación de hueso nuevo bajo el microscopio óptico (Olympus).

Los análisis estadísticos se realizaron utilizando el software Prism (versión 8.0, GraphPad, San Diego, CA, EE. UU.). La prueba de Kolmogorov-Smirnov analizó la normalidad y homogeneidad de la distribución de datos. Los valores continuos con distribución normal se informaron como media ± SD y se analizaron mediante la prueba t de Student, ANOVA unidireccional y análisis post hoc de Tukey. El valor de p < 0,05 se consideró estadísticamente significativo. Todos los experimentos se llevaron a cabo por triplicado.

Todos los experimentos del estudio actual fueron confirmados por la guía publicada de The Care and Use of Laboratory Animals (Publicación NIH No. 85–23, revisada en 1996) e informados de acuerdo con las pautas ARRIVE, y aprobados por el comité de ética de la Universidad de Tabriz de Ciencias Médicas (IR.TBZMED.REC.1400.103) que cumplió con la declaración de Helsinki.

Todos los datos generados y/o analizados durante este estudio se incluyen en este artículo publicado. Los conjuntos de datos utilizados y/o analizados durante el estudio actual están disponibles del autor correspondiente a pedido razonable.

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Se reconoce al Vicecanciller de Investigación de la Universidad de Ciencias Médicas de Tabriz por el apoyo financiero otorgado para este estudio.

Este estudio se realizó sobre la base de una tesis registrada en la Universidad de Ciencias Médicas de Tabriz (número 65692). Este instituto no participó en el diseño del estudio, la recopilación, el análisis y la interpretación de los datos, ni en la redacción del manuscrito.

Centro de Investigación Dental y Periodontal, Facultad de Odontología, Universidad de Ciencias Médicas de Tabriz, Tabriz, Irán

Mahdieh Alipur

Centro de Investigación de Nutrición, Universidad de Ciencias Médicas de Tabriz, Tabriz, Irán

marjan ghorbani

Departamento de Radiología Oral, Facultad de Odontología, Universidad de Ciencias Médicas de Tabriz, Tabriz, Irán

Masume Johari Khatoonabad

Centro de Investigación de Células Madre, Universidad de Ciencias Médicas de Tabriz, Tabriz, Irán

Marziyeh Aghazadeh

Departamento de Medicina Oral, Facultad de Odontología, Universidad de Ciencias Médicas de Tabriz, Daneshgah St., Golgasht St., Tabriz, 5166614711, Irán

Marziyeh Aghazadeh

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MA, MA y MG contribuyeron a diseñar los experimentos, revisar el manuscrito y supervisar todos los experimentos. MA, MA y MG realizaron todos los experimentos y analizaron los datos. MJK ayudó en las evaluaciones de radiología. MA, MG y MA escribieron el manuscrito y dibujaron diagramas. Los autores leyeron y aprobaron el manuscrito final.

Correspondencia a Marziyeh Aghazadeh.

Los autores declaran no tener conflictos de intereses.

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Reimpresiones y permisos

Alipour, M., Ghorbani, M., Johari khatoonabad, M. et al. Un nuevo hidrogel inyectable que contiene polieteretercetona para la regeneración ósea en la región craneofacial. Informe científico 13, 864 (2023). https://doi.org/10.1038/s41598-022-23708-6

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Recibido: 16 Abril 2022

Aceptado: 03 noviembre 2022

Publicado: 17 enero 2023

DOI: https://doi.org/10.1038/s41598-022-23708-6

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